泰知识|AAV病毒载体在脂肪组织研究中的应用：从代谢解码到基因治疗- 大数跨境

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泰知识|AAV病毒载体在脂肪组织研究中的应用：从代谢解码到基因治疗

泰儿图生物

2026-03-18

一、脂肪组织：从能量储存库到代谢调控中心

脂肪组织曾长期被视为被动的能量储存器官。近年研究表明，它是一个活跃的内分泌与代谢调控中心，在能量稳态、胰岛素敏感性及全身代谢调控中发挥关键作用。根据其形态、功能与分布，脂肪组织主要分为以下三类：

白色脂肪组织（White Adipose Tissue, WAT）：广泛分布于皮下和内脏周围，主要功能是以甘油三酯形式储存多余能量。研究中常以iWAT（腹股沟白色脂肪组织）和eWAT（附睾白色脂肪组织）作为模型。

iWAT：属于皮下脂肪，具有更强的脂肪储存缓冲能力及一定的“代谢健康”特性，在特定条件下可发生“米色化”，具备产热潜能；

eWAT：属于内脏脂肪，其过度增生与胰岛素抵抗、慢性炎症及代谢综合征密切相关，是评估肥胖相关并发症风险的重要标志。

棕色脂肪组织（Brown Adipose Tissue, BAT）：主要分布于肩胛区、颈背部及纵隔周围，细胞内富含线粒体及产热关键蛋白解偶联蛋白1（UCP1），通过非颤抖性产热消耗能量，参与体温维持与能量平衡调节。

米色脂肪组织（Beige/Brite Adipose Tissue）：散在于白色脂肪中，并非独立的解剖结构。其在寒冷、运动或激素刺激下可被激活，表达UCP1并获得类似棕色脂肪的产热能力。这一“白色脂肪棕色化”过程被视为治疗肥胖及相关代谢性疾病的潜在靶点。

脂肪组织不仅储存能量，更通过分泌脂肪因子（如瘦素、脂联素）、外泌体等活性物质，与大脑、肝脏、肌肉等器官形成复杂的信号网络，精密调控全身糖脂代谢与免疫稳态。因此，实现对脂肪组织基因功能的精准调控，对于揭示代谢疾病机制及开发新型治疗策略至关重要。然而，传统研究方法（如原代脂肪细胞培养困难、转基因动物构建周期长、成本高）存在诸多局限，促使研究者寻求更高效、灵活的体内基因递送工具。其中，重组腺相关病毒（AAV）载体凭借其高安全性、持久表达和组织特异性转导能力，在脂肪组织研究中展现出独特且强大的优势。

二、AAV载体在脂肪研究中的核心优势

AAV作为一种非致病性、低免疫原性的基因递送工具，在脂肪组织研究中具有以下显著特点：

高安全性与持久表达：重组AAV致病性低、免疫反应弱，外源基因可在脂肪细胞中持续表达数月至数年，适合长期代谢观察。

靶向高效且具组织特异性：不同血清型对脂肪组织具有天然趋向性差异。如AAV8和AAV9经局部或全身给药后可高效转导白色与棕色脂肪；工程化血清型Rec2在局部注射中表现更优，且肝脏脱靶显著降低。

精细的表达调控能力：结合组织特异性启动子（如aP2、Adipoq、UCP1等）及miRNA靶序列，可实现基因在特定脂肪细胞类型中的精准表达，并有效抑制非靶组织中的表达。

灵活的功能操控：可承载基因过表达、RNA干扰沉默、CRISPR基因编辑等多种工具，满足从功能验证到疾病建模的多元需求。

三、AAV靶向脂肪组织的策略与方法

为实现脂肪组织的高效、特异性基因递送，研究人员已发展出一套多层次的优化策略，涵盖血清型筛选、启动子选择、以及表达调控元件的设计：

1. 血清型筛选与工程化改造：寻找最佳“运输工具”

2013年，Jimenez 等人^[1]系统评估了多种AAV血清型，发现通过局部注射，AAV8和AAV9在eWAT、iWAT和肩胛间棕色脂肪（iBAT）中的转导效率显著高于AAV1, 2, 4, 5, 6, 7，能够在脂肪细胞中实现广泛且高水平的转基因表达（图1-3）。

图1 eWAT局部注射不同AAV血清型结果

图2 iWAT局部注射AAV8和9，

对iWAT切片进行GFP（棕色）免疫染色

图3 AAV载体经iBAT内

给药后BAT的转导

脱靶挑战与解决方案：然而，AAV8和AAV9在全身或局部给药时也会转导肝脏和心脏，存在脱靶风险。为提高特异性，作者采用了脂肪组织特异性启动子进行精准调控。例如，利用白色脂肪细胞特异性启动子（mini/aP2）驱动报告基因GFP表达时，经局部注射后可将其表达严格限制于白色脂肪细胞内。类似地，在靶向棕色脂肪时，采用mini/UCP1启动子并结合血清型AAV8或AAV9，可实现棕色脂肪中特异、高效的转基因表达。此外，基于microRNA的调控策略也展现出良好效果：当使用携带肝特异性miR122靶序列或心脏特异性miR1靶序列的载体时，白色与棕色脂肪中仍能维持高水平GFP表达，而肝脏和/或心脏中的表达则被几乎完全抑制（图4）。

图4 AAV载体尾静脉注射后

脂肪细胞的特异性转导

Uhrig-Schmidt等^[2]比较了多种AAV血清型，发现AAV8在CMV启动子驱动下，通过局部注射至小鼠内脏脂肪垫，其转导效率显著高于AAV1、2、5、6及腺病毒载体，且未引起明显组织炎症。在系统给药实验中，尾静脉注射AAV8主要感染肝脏、内脏脂肪和皮下脂肪；当使用脂肪细胞特异性mAP2.2（小鼠脂联素）启动子替换CMV启动子后，能显著将转基因表达限制在脂肪组织（包括皮下和内脏脂肪），同时大幅降低在肝脏、心脏、骨骼肌等非靶组织中的表达（图5）。

图5 rAAV8-CMV-eGFP和

rAAV8-mAP2.2-eGFP，

eGFP表达的组织学评估

Sc: subcutaneous ; vis: visceral

Mizukami等^[3]比较了在表面活性剂Pluronic F88存在下，局部注射AAV1至iWAT的转导效率显著高于AAV2、3、4和5。

2014年，Liu等人^[4]改造的工程化血清型Rec2在脂肪靶向中显示出独特优势。研究发现，Rec2在局部注射至脂肪垫后，尤其在棕色脂肪中的转导效率显著高于AAV1、8、9（图6-7）。（iWAT注射的病毒量为1E+10VG；iBAT为1E+9VG/每侧）

图6 rAAV注射后4周iWAT的

GFP免疫组织学

图7 AAV8和Rec2在iBAT中

转导效率的比较

此外，Rec2的给药途径灵活，其组织嗜性受给药方式显著影响^[5,6]：

尾静脉注射：Rec2主要转导肝脏，脂肪组织中表达较低；

腹腔注射：Rec2能高效靶向内脏脂肪（如附睾白色脂肪组织eWAT和肠系膜白色脂肪组织mWAT），而皮下脂肪和棕色脂肪中表达极微，且所需剂量比既往全身给药报道低1–2个数量级；

口服给药：一个有趣的发现是，口服Rec2能高效、特异地转导棕色脂肪，为无创研究BAT功能提供了新思路，但该方式在研究中较少作为常规给药途径，更多用于特定机制探索（图8）；

局部注射：无论是白色脂肪还是棕色脂肪，Rec2均表现出优异的转导效率。

图8 口服给药后2周BAT切片的

代表性GFP荧光

2025年，该团队^[7]进一步对Rec2进行定点突变（F503Y、Y708D和K709I）得到V7血清型，该血清型在全身给药时肝脏嗜性减弱，腹腔注射有利于内脏脂肪的转导，而静脉注射则有利于皮下脂肪，再次表明给药途径显著影响AAV衣壳的生物分布。实验结果显示，皮下注射V7-LEP能高效、特异性地感染皮下脂肪组织，有效恢复循环瘦素水平，并完全纠正ob/ob小鼠的代谢异常，治疗效果可持续至少9个月。

2. 组织特异性表达系统的构建

利用脂肪特异性启动子可实现转基因的细胞类型限制性表达：

白色脂肪常用启动子：mini/aP2

Lagarrigue等人^[8]通过尾静脉注射AAV8-mini/aP2-cre。病毒基因组检测显示，感染主要局限于BAT、eWAT、皮下白色脂肪组织（s.c. WAT）及肝脏，而在胰腺和骨骼肌中未见明显感染。RT-qPCR分析显示eWAT和s.c. WAT中Cdk4 mRNA显著减少，而肝脏和BAT中无变化。

aP2：Adipocyte Fatty Acid Binding Protein 2，脂肪细胞脂肪酸结合蛋白2，也称为FABP4。

需注意的是，mini/aP2启动子表达强度很弱，如需使用，建议采用局部注射，高剂量方法提高表达效果。

图9 静脉注射不同AAV载体后，

eWAT、iWAT和iBAT中的GFP表达水平

棕色/米色脂肪常用启动子：mini/UCP1

自1998年Cassard-Doulcier^[9]验证mini/UCP1对于棕色脂肪组织的特异性表达以来。已有许多研究通过局部注射AAV8/9-mini/UCP1-GFP至iBAT，实现了棕色脂肪细胞的特异性转导，且几乎无心脏表达和极微弱的肝脏表达。如Behrens J等人^[10]利用将该启动子、Rec2和miR122靶序列的AAV载体，通过尾静脉注射实现棕色脂肪特异性表达，以及避免肝脏表达的脱靶问题。

广谱脂肪细胞启动子：当研究对象为成熟脂肪组织，或追求更强的表达水平时，小鼠脂联素（mAdiponectin）启动子全长mAP2.2或人源脂联素启动子/增强子hAdp^[14]或是更佳选择。例如，Uhrig-Schmidt等^[2]在体外验证实验中发现mAP2.2启动子在未分化的前脂肪细胞中表达eGFP水平显著较低，分化成熟的脂肪细胞中，eGFP表达与内源性脂联素表达同步显著升高；Sancar等人^[11]在研究FGF1调控脂解的机制时，采用AAV8搭载hAdp启动子，成功在成熟脂肪细胞中实现了PDE4D3的特异性过表达，未验证在前体脂肪细胞的表达效率。

microRNA靶向策略：

脂肪组织常用的血清型AAV8、AAV9或者Rec2在通过全身给药途径注射（如尾静脉注射、腹腔注射、口服给药）时，会产生显著的脱靶效应，比如在肝脏和心脏。除了采用特异性启动子表达外，还可通过引入组织特异性miRNA靶序列进一步降低脱靶表达。除了上述研究采用外，在脂肪研究中，有许多应用案例，如Tiwari等人^[12]在先天性全身性脂肪营养不良（CGL2）小鼠模型中，使用AAV8血清型分别搭载脂肪组织特异性mini/aP2启动子和肝脏特异性TBG启动子，腹腔注射1E+12 VG。结果发现AAV-mini/aP2组成功恢复内脏白色脂肪组织发育并改善血糖、胰岛素敏感性等代谢指标，且通过引入miR-122靶序列有效抑制了肝脏脱靶表达。而AAV-TBG组在相同高剂量下也意外促进了脂肪组织发育，提示高剂量下可能存在低水平脱靶转导；当剂量降至1E+10时，AAV-TBG仅能在肝脏表达，且无法改善代谢表型，证实脂肪组织特异性递送对治疗CGL2的必要性。

四、AAV在脂肪研究中的典型应用实例

1. 解析脂肪组织与远端器官的通讯

McCann等人^[13]通过将AAV8-FLEx-CREB3L3病毒局部注射至Adiponectin-Cre基因编辑小鼠的腹股沟脂肪（iWAT），实现了CREB3L3在该脂肪库的特异性过表达。该操作有效逆转了肥胖诱导的CREB3L3下调，并进而显著改善了小鼠的全身性代谢表现，包括缓解饮食诱导的肥胖、增强胰岛素敏感性并改善葡萄糖耐受。这一发现直接证实了皮下脂肪中CREB3L3的表达对于代谢健康具有关键的保护作用。

2. 实现细胞类型特异性基因操作

Tiwari等人^[12]在先天性全身性脂肪营养不良（CGL2）模型中，利用AAV8-mini/aP2实现脂肪特异性基因补偿，成功恢复脂肪发育并改善代谢表型。

3. 研究信号通路与代谢调控

Liu等^[4]通过Rec2载体在脂肪垫中局部敲低胰岛素受体（IR），揭示IR在维持脂肪组织稳态中的重要作；Jimenez等^[1]利用AAV9-mini/aP2-mHKII在白色脂肪中过表达己糖激酶II，可增强胰岛素刺激下的葡萄糖摄取，展示脂肪特异性代谢调控的治疗潜力。

4. 可视化与示踪技术应用

除了基因功能调控，AAV结合报告基因系统还可用于实时监测脂肪细胞分化、血管生成^[1]及细胞间通讯。

五、总结

应用前景

机制研究工具：AAV将继续推动脂肪生物学、代谢网络及疾病机制的深度解析，尤其在细胞类型特异性与时空动态调控方面。

基因治疗平台：利用脂肪组织易获取、具分泌能力的特点，可将其改造为“体内生物工厂”，长效生产治疗性蛋白，用于糖尿病、血脂异常等全身性疾病。

直接治疗策略：通过递送UCP1、FGF21等基因诱导白色脂肪棕色化、增强能量消耗，为肥胖及相关代谢病提供新途径。

精准医学载体：结合CRISPR等技术，AAV有望实现对遗传性脂肪代谢疾病的根源性治疗。

未来展望

AAV载体已将脂肪组织从难以基因操作的“困难组织”转变为可精准调控的“代谢前沿”。随着衣壳工程、启动子设计、表达调控系统及生产技术的持续进步，AAV有望在脂肪相关代谢疾病的基础研究、药物开发与基因治疗中发挥核心作用。通过跨学科合作与技术整合，AAV介导的脂肪组织基因治疗或将成为下一代代谢性疾病干预策略的重要组成部分。

实验方案建议

白色脂肪组织

首选血清型：AAV8 或 Rec2。

推荐启动子：mini/aP2：适用于白色脂肪细胞特异性表达。

给药途径与剂量参考：

局部注射（iWAT或eWAT）：1×10¹⁰ – 2×10¹¹ vg。

尾静脉注射（全身靶向）：1×10¹² – 5×10¹² vg。

腹腔注射（尤其适用于内脏脂肪eWAT/mWAT）：1×10¹⁰ – 2×10¹⁰ vg（Rec2效果更佳）。

棕色脂肪组织

首选血清型： Rec2或 AAV8/AAV9。

推荐启动子：mini/UCP1：实现棕色脂肪高特异性表达。

给药途径与剂量参考：

局部注射（肩胛间BAT）：1×10⁹ – 2×10¹⁰ vg。

尾静脉注射：1×10¹² – 3×10¹² vg，需配合mini/UCP1启动子及miR-122靶序列以抑制肝脏表达。

通用优化策略

降低脱靶：在载体3‘UTR中插入肝脏miR-122靶序列（如4×或8×重复），可显著抑制肝脏表达。

剂量调整提示：使用组织特异性启动子（如mini/aP2、mini/UCP1）时，其驱动效率低于广谱启动子（如CAG/CMV），通常需要提高5–20倍剂量以达到同等表达水平。

注：注射剂量为文献中所用剂量，考虑实际条件区别，建议客户做预实验探究最适剂量。

Taitool现货列表

货号	产品名称
S1096-9	AAV2/9-hAdp-EGFP-P2A-iCre-miR122Det-WPRE-pA
S0751-9	AAV2/9-hAdp-EGFP-WPRE-pA
S1142-9	AAV2/9-hAdp-MasterRNAi155(NC)-miR122Det-mCherry-WPRE-pA
S2014-8	AAV2/8-mini/aP2-Cre-miR122Det-WPRE-pA
S2015-8	AAV2/8-mini/UCP1-Cre-miR122Det-WPRE-pA
S2016-8	AAV2/8-mini/UCP1-EGFP-miR122Det-WPRE-pA
S2017-8	AAV2/8-mAP2.2-EGFP-miR122Det-WPRE-pA

参考文献

[1]Jimenez V, Bosch F, et al. In vivo adeno-associated viral vector-mediated genetic engineering of white and brown adipose tissue in adult mice. Diabetes. 2013 Dec;62(12):4012-22.

[2]Uhrig-Schmidt S, Kreuz S, et al. Gene delivery to adipose tissue using transcriptionally targeted rAAV8 vectors. PLoS One. 2014 Dec 31;9(12):e116288.

[3]Mizukami H, Ozawa K, et al. Adipose tissue as a novel target for in vivo gene transfer by adeno-associated viral vectors. Hum. Gene Ther. 2006;17:921–928.

[4]Liu X, Cao L, et al. Adipose tissue insulin receptor knockdown via a new primate-derived hybrid recombinant AAV serotype. Mol Ther Methods Clin Dev. 2014 Feb 5;1:8.

[5]Huang W, Cao L, et al. Genetic Manipulation of Brown Fat Via Oral Administration of an Engineered Recombinant Adeno-associated Viral Serotype Vector. Mol Ther. 2016 Jun;24(6):1062-1069.

[6]Huang W, Cao L, et al. Targeting Visceral Fat by Intraperitoneal Delivery of Novel AAV Serotype Vector Restricting Off-Target Transduction in Liver. Mol Ther Methods Clin Dev. 2017 Jun 19;6:68-78.

[7]Cao L, Huang W, Xiao M, Zou X. Subcutaneous administration of adipose-tropic gene therapy for congenital leptin deficiency. Res Sq [Preprint]. 2025 Jul 17:rs.3.rs-7030870..

[8]Lagarrigue S, Fajas L, et al. CDK4 is an essential insulin effector in adipocytes. J Clin Invest. 2016 Jan;126(1):335-48..

[9]Cassard-Doulcier AM, Ricquier D, et al. A 211-bp enhancer of the rat uncoupling protein-1 (UCP-1) gene controls specific and regulated expression in brown adipose tissue. Biochem J. 1998 Jul 15;333:243-6.

[10]Behrens J, Scheja L, et al. An efficient AAV vector system of Rec2 serotype for intravenous injection to study metabolism in brown adipocytes in vivo. Mol Metab. 2024 Oct;88:101999.

[11]Sancar G, Evans RM, et al. FGF1 and insulin control lipolysis by convergent pathways. Cell Metab. 2022 Jan 4;34(1):171-183.e6.

[12]Tiwari M, Mcilroy GD, et al. Preclinical evaluation of tissue-selective gene therapies for congenital generalised lipodystrophy. Gene Ther. 2024 Sep;31(9-10):445-454.

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END