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KO效率低?蛋白残留?你的gRNA可能有问题!

KO效率低?蛋白残留?你的gRNA可能有问题! 源井生物
2021-04-29
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导读:超全gRNA设计小Tips,还有蛋白残留的原因分析,一定要看!


通过基因编辑来对基因功能进行精准研究已经是目前许多研究人员的首选方式了,在众多基因编辑技术中,CRISPR/Cas9系统的作用机制虽然简单,但它所拥有的强大的功能已经让它成为当今世界基因组编辑的代名词。其中基因敲除是CRISPR/Cas9最常见的应用,主要是通过Cas9蛋白介导的dsDNA断裂来完成的:在Cas9蛋白切割DNA双链后,非同源末端连接(NHEJ)的易出错性质会导致修复过程中发生核苷酸的插入或缺失(indels),从而产生移码突变使得终止密码子提前出现,而产生无义介导的降解(NMD), 最终达到敲除基因的目的。


图1 CRISPR/Cas9系统进行基因敲除


然而事情并没有想象的那样顺利,修复过程中所产生的indels并不能保证蛋白质功能的完全破坏,特别是在你没有提前设计好切割位点以及选择一个合适的gRNA的情况下。所以在进行基因敲除的验证过程中,许多研究人员会常常遇到过这样一个窘境:为什么我的KO细胞用Western Blot验证会有蛋白残留?上述的情况看上去似乎是无法避免的,因为一个通用的“完美gRNA”并不存在。但是源井生物从数千例的基因实战中总结了基因敲除实验中设计gRNA的一些经验,能够有效提高gRNA的设计效率,也能帮助大家学会如何选取更精确的gRNA,从而大大降低KO细胞蛋白残留的风险,减少试错成本。


01

选择一个合适的靶位点

理论上,一个最佳的gRNA应该只能特异性结合目标DNA序列而不是基因组中的任何其他地方,也就是说gRNA与目标DNA序列的序列互补性和目标DNA序列的特异性是判断gRNA设计好坏的重要参数,在实际的基因敲除实验中,则对应的是gRNA的切割效率和脱靶效应。想要同时提高gRNA的切割效率和降低它的脱靶效率,那首要的就是要在外显子序列中选择出一个对蛋白质功能起到决定性作用的靶位点:

(1)选择非3倍数的外显子序列。根据非三倍数的碱基数即不对称外显子来选择编码外显子,可以引起移码突变,使得终止密码子提前。

(2)避免编码氨基酸的靶向区域过于接近蛋白质的N端或C端。我们避免编码氨基酸的靶位点靠近蛋白质N端附近是为了减少细胞在起始密码子下游使用替代ATG的情况;而避免接近蛋白质C端是为了最大限度地创造出功能缺失的等位基因。

(3)同时使用以同一基因为靶点的多个gRNAs。通过多条gRNA使靶向效率最大化是研究基因功能的一个十分有潜力的方式,能大大增加产生基因敲除的几率。并且对于任何目的基因的功能研究,需要要求多个gRNAs都能产生相同的表型,才能得出基因敲除的表型是由于靶向效应所致的结论。

这些设计规则也许会让你觉得选择一个好的靶位点一定是万里挑一的,但假设你的目的基因的长度为1kb,那么在每8个核苷酸中就有1个潜在的靶位点,如果将gRNAs的序列限制在蛋白质编码区的5%-65%之内,还是会有许多不同的gRNAs序列可供选择。上述的这些参数虽然对gRNA做出了许多限制,但实际上它们反而为gRNA的设计提供了广泛而有效的基因组位点。因此,在指定的位置范围内选择出特异性最高的gRNA是十分可行的。


02

使用设计工具会事半功倍

在有了足够多的选择之后,gRNA的筛选成本也要纳入考虑范围。毕竟为一个基因敲除实验选择合适的gRNA需要同时权衡最大化打靶效率和最小化脱靶效应之间的关系,这虽然听起来很容易,但做出最终的决定往往是十分困难的。所以,选择一个好用的gRNA设计工具会减少你的选择恐惧。

理论上,gRNAs的打靶效率与脱靶概率是可以用精密的生物信息学工具和一些评分规则来预测的。但目前还没有一个通用的评分系统能对gRNA进行相关参数的评分与推荐,因为不同的gRNA合成方式(合成、体外转录或慢病毒递送)以及靶点的动态方面(例如,由于染色质状态导致的可及性)都会影响预测评分的准确性。不过现在出现了一些在线gRNA设计工具可用来设计gRNA,这些工具在一定程度上能减少我们需要测试的gRNA的数量。目前国内常用的gRNA设计系统——“红棉CRISPR基因编辑系统”是完全由国人自主研发的,该系统是基于第一点中提到的gRNA设计标准对用于基因敲除的gRNA进行设计,因此它能给出十分切实可行的gRNA设计方案,在很大程度上降低了基因敲除后蛋白质残留的可能性,并大大减少了gRNA的筛选成本。(点击即可跳转)


03

提前考虑蛋白残留问题

一旦建立了CRISPR-KO细胞系,就必须对特定的基因编辑进行充分的验证,并且需要通过多种方法验证才能保证这个基因已被成功编辑。目前验证KO细胞系的常用方法包括基因组水平的验证(Sanger测序、二代测序和qPCR)以及蛋白水平的验证(western blot和质谱)。在western blot验证中,特异性抗体不会对KO细胞系产生信号,而会对野生型细胞系产生特异性靶蛋白信号。如果抗体对靶蛋白的特异性不高,KO细胞的验证结果可能会出现以下三种情况:

(1)预期的MW带消失,但在KO细胞样品中存在一个明显MW的附加带;

(2)预期的MW带以较低的强度存在于KO细胞中;

(3)预期的MW带以与WT相同的强度存在于KO细胞中。

因此,在蛋白质水平上对KO细胞进行WB验证,必须要选择高精度的抗体。

但事实上,导致以上三种结果的原因不只有抗体的精度问题,更多的还是因为翻译重新启动和外显子跳跃这两种情况,因为这两种情况都会导致截短蛋白仍然表达即抗INDEL效应。


图2: 抗INDEL效应导致CRISPR基因敲除实验失败的细胞机制


其中翻译重新启动是指基因产生移码突变后,下游ATG密码子有可能启动翻译,从而导致蛋白表达;或者位于移码突变上游的外显子翻译表达,产生N末端截短蛋白。


图3: 翻译重新启动的机制


外显子跳跃则是指细胞跳过被编辑的外显子继续进行翻译表达而产生了内部序列缺失的蛋白质异构体,最近关于外显子跳跃的产生,Mu等人给出了两种原因:第一种是在突变的前体mRNA剪接过程中发生的;第二种是由于基因缺失导致多个外显子和其余外显子剪接。


图4: Mechanism of exon skipping外显子跳跃的机制


可以看到,导致WB验证出现阳性结果的原因实在是太多了,为了确保构建的基因敲除细胞不再有什么隐秘的“惊喜”,我们可以事先进行一些预实验,来帮助我们制定避免上述蛋白残留的问题的打靶策略:

(1)使用RT-qPCR测定外显子是否具有跳跃能力,如果有,则测定蛋白质编码潜能。例如,分别设计引物,识别位于潜在跳跃外显子上下游的外显子,以及目的外显子,通过比较RT-qPCR结果来判断是否发生了外显子跳跃,以及它是否会影响基因敲除结果。

(2) Western blot和质谱分析也可用于KO项目开始前的蛋白质翻译形式检测。在抗体特异性很高的前提下,WB结果中如果出现预期的条带,以及在不同分子量(MW)处有其它杂带,这表明这个基因存在蛋白质异构体。根据大小,并结合上述RT-PCR结果,可初步判断编码异构体的ORF。除此之外还可以结合质谱分析进一步确认异构体的存在及来源ORF的构成。
总而言之,想要用合适的gRNA来进行基因敲除并获得无蛋白残留的KO细胞,就必须在gRNA设计阶段就要对各种因素进行综合考虑。除了常规的参数(靶向效率和脱靶效应),应根据数据库、文献、上述qPCR、WB等检测结果来判断靶基因的潜在的多个转录本、ORF、起始密码子位置、外显子大小和是否不对称外显子,来选择要打靶的位点或区域。比如,如果存在截短型ORF及非法翻译,则大靶位点应该保证同时会破坏这些ORF;如果存在外显子跳跃,则应该避开靶向被跳跃的外显子;如果因为存在多个ORF、外显子跳跃而无法设计有效的移码策略,则应该考虑采用大片段敲除或直接破坏启动子等策略进行敲除。但切记,gRNA的分数并不是越高越好,慎重选择一条可以打靶到蛋白基因关键位点的低活性gRNA比直接选一条最高活性的gRNA更可取。

所以,在使用CRISPR技术前,一个经过了精密设计的方案是必不可少的,而后续的方案执行与实验结果分析都需要一个具有丰富的基因编辑经验的专业团队才能顺利完成的。目前源井生物已经对5000多个基因进行了基因敲除实验,并且都成功验证蛋白质水平的0残留,丰富的经验让我们能够对每个基因的敲除方案作出专业的评估与高效的执行。现在我们的细胞KO服务正在进行超值促销,低至1.68万元,失败全额退款,点击“阅读原文”即可了解活动详情。


参考文献:

[1] Biological plasticity rescues target activity in CRISPR knockouts. Nature methods (2019), 16(11):1087-1093.

Low Incidence of Off-Target Mutations in Individual CRISPR-Cas9 and TALEN Targeted Human Stem Cell Clones Detected by Whole-Genome Sequencing. Cell Stem Cell (2014),15:27–30.

[2] Agreement between two large pan-cancer CRISPR-Cas9 gene dependency data sets. Nat Commun (2019), 10(1):5817.

[3] Unexpected consequences: exon skipping caused by CRISPR-generated mutations. Genome Biology (2017) 18:109.

[4] Design and analysis of CRISPR–Cas experiments.Nature biotechnol (2020) 38(7):813-823.

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源井生物是一家专注于细胞基因编辑研发与生产的国际化高新技术企业,目前已为全球范围内超40个国家的科研单位和工业客户提供基因编辑技术服务与相关产品。 “让基因编辑更简单”是源井的企业目标,我们将以务实、高效、坦诚和守信的态度服务好每一位客户!
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