1.什么是eDNA
首先,DNA是一种我们在生物课上经常听到的词汇,它是指脱氧核糖核酸,是所有生物体遗传信息的载体。DNA像是一本书,里面写满了每个生物独特的“生命密码”。它决定了生物的样貌、行为以及生长方式。
那么,环境DNA-Environmental Samples DNA(以下简称eDNA) 是什么呢?简而言之,eDNA是指生物体在环境中释放出的DNA片段。无论是在空气中、土壤里,还是水中,所有生物在活动时都会留下微小的痕迹,比如掉落的皮肤细胞、排出的粪便、或黏液。通过这些遗留物质,科学家可以从环境中直接提取DNA,而不必抓住生物本身。
想象一下,你走在沙滩上,脚下留下了一串串的脚印。同样地,鱼类、贝类、微小的浮游生物等海洋生物,在水中活动时也会“留下痕迹”,而这些痕迹就包含在它们释放的DNA片段中。这些散落在水体中的DNA,就是我们所说的环境DNA。
上个世纪90年代初,科学家们开始尝试从环境样本中提取DNA,并用于物种鉴定。到了21世纪初,高通量测序技术的出现,极大地推动了eDNA技术的发展,使得科学家们能够从环境样本中同时检测到大量的物种。随着技术的不断进步,过去十年来,eDNA技术在生态学、保护生物学等领域得到了广泛应用,并不断涌现出新的研究成果。
图源:摄影师宋刚
2.环境DNA有什么优势?
3.环境DNA技术的操作方法
| 货号 | 产品名称 |
|---|---|
| M4105 | MagIso Environmental Samples DNA Kit 磁珠法环境样品DNA提取试剂盒 |
| D2705 | Water DNA Kit 环境水样DNA提取试剂盒 |
| D8105 | Soil DNA Kit 环境土壤DNA提取试剂盒 |
产品介绍:
https://www.gbcbio.cn/Product/M4105-50.html
http://www.gbcbio.cn/Product/D2705.html
http://www.gbcbio.cn/Product/D8105.html
提 取 步骤: 水样品
1. 使用直径为47mm,孔径为0.22-0.45μm的滤膜对水体样品进行过滤,过滤体积取决于水体样品的浊度和微生物的含量。用剪刀将1/2张或整张过滤后的滤膜尽量剪碎,置于2ml离心管中,以便于后面的裂解步骤。
2.加入0.4g Glass Beads,再加入0.7ml Buffer C1与50μl Buffer C2。涡旋器高速震荡3-5min。
注意: Buffer C2是我司独特的腐殖酸除去剂,50μl对大部分样品来说足以有效除去腐殖酸等抑制因子。对一些腐殖酸含量特别丰富的土壤, Buffer C2的量可以适当增加,但不能超过150μl,否则会严重影响DNA的得率。
3. 加入100μl Buffer C3(C3如有沉淀37℃水浴完全溶解后再用),涡旋混匀70℃水浴处理10min。期间振荡几次。
注意:如果要纯化革兰氏阳性菌的DNA,请在70℃处理完后,再90℃水浴处理5min。
4. 12000 rpm(~13000×g)离心1钟,转600μl上清到1.5ml离心管中,加入180μl Buffer C4混匀。
5 冰上放置5min。12000 rpm(~13000×g)离心5钟。 转移500μl上清到新的1.5ml离心管中。
注意:转移上清时确保不要吸取到沉淀,转移的上清量最好不超过80%。
6 .加入500μl Buffer C5与20μl MagIso Beads,混匀。静置静置3~5分钟吸附磁珠。
7 .转移至磁力架上,静置3~5分钟吸附磁珠。小心吸弃所有溶液。
8. 加入600ul Buffer MW1,涡旋混匀15秒。转移重悬液到新的离心管中。(可以省略此步)
9. 转移至磁力架上,静置2分钟吸附磁珠。小心吸弃所有溶液。
10.加入700ul 75%乙醇,涡旋混匀15秒。
11.转移至磁力架上,静置2分钟吸附磁珠。小心吸弃所有溶液。
12.重复第10-11步一次。
13.空气干燥7~10分钟。
14.加50~100µl 预热至55oC的10mM TE或灭菌水等缓冲液,涡旋打散磁珠。静置3~5分钟,其间轻轻振荡1~2次加速DNA溶解。
15.转移至磁力架上,静置3分钟。转移DNA溶液至新的1.5ml离心管中。
4. eDNA技术在水生态研究中的应用
4.1 生物多样性监测4.1.1 物种的识别与监测
生物多样性是衡量某一区域物种丰富程度的重要指标,是环境生态学领域的重要基础性工作,生物多样性监测的难点在于快速准确地识别物种,eDNA技术因可以解决这一问题,而在浮游动物、藻类、鱼类等生物类群的监测中得到了应用。
4.1.2 濒危物种和入侵物种监测
4.2 生物量评估
已有研究表明,某一物种释放的eDNA浓度和其生物量呈正相关关系[40],此结论为生物资源的综合评估提供了一个新的思路。李苗等[42-43]在建立优化中国对虾(Fenneropenaeus chinensis)eDNA操作流程的基础上,进一步对eDNA在水体中的存留时间进行了研究,这些研究对中国对虾进行定量的生物量评估至关重要。秦传新等[44]分别综述了实验室可控环境和野外环境条件下利用eDNA技术进行生物量评估的研究进展,并提出要更多地关注影响eDNA释放、迁移、降解的因素,进而为生物量评估提供重要的依据。尽管目前已有众多针对鱼类、两栖动物等物种生物量估算的研究,但由于不同物种释放eDNA的浓度和速度不尽相同,想要实现跨类群的生物量评估还需要eDNA技术更深入的发展。
4.3 生物食性分析
以往的食性分析多基于形态学鉴定、同位素追踪等方法[45],对濒危性、夜行性以及生活习性难以掌握的生物测定难度较大。近年来eDNA技术被广泛应用于动物食性的分析,其最大的优势在于能进行快速精准的测定,有利于精确解析动物食物网的关系和生态系统的功能。周天成等[46]利用基因测序技术分析了一种海洋贝类——塔形马蹄螺(Tectus pyramis)的食物组成并推测其属于沉积物碎屑食性生物,测序结果共获得41个OTU,分属11个门类,其中有孔虫、真菌、后生动物是其消化道中存在的重要类群。除此之外,eDNA技术还被用于多种海洋生物的食性研究,如刺参、龙虾、方星格虫等[47]。
食性分析是生态学研究的重点,也是了解水生生物与环境关系及捕食者与被捕者关系的基础,是对已有食物链研究的重要补充[48],对研究区内食物网结构的重建和生态调控具有重要意义。但世界上绝大多数生物的食性分析还处于较为粗略的定性描述阶段,eDNA技术将会成为人类更全面明确生物食性、研究食物链/网结构的有利工具。
4.4 生态风险评估
生态风险评估是生态毒理学研究中的重要且基础内容,传统生态毒理学方法强调对化学物质暴露过程的评估,忽视了对群落结构及生态系统基本功能的影响,评估结果具有一定的应用局限性。ZHANG[49]认为eDNA技术开拓了生态毒理学研究的新时代,该技术既可解决当前生态风险评估存在的问题,又可扩展未来生态毒理学研究的领域和方法。YANG等[50]、LI等[51]利用eDNA技术监测了水体中的原核生物、真核生物等生物群落结构,评估了其与pH、总氮、总磷等环境因子的关系;XIE等[52]利用eDNA技术评估了漏油对沿海沉积物中细菌、原生动物、后生动物群落的影响;YANG等[53]探究了铜的不同浓度对湿地沉积物中原核生物和真核生物多样性、群落结构以及生物间关系的影响。这些研究推动着eDNA技术在生态系统监测、污染诊断和生态修复等方面更深入的应用。
4.5 生物流行病的预测与预防
疾病生态学是用生态学观点研究环境、宿主和病原体之间关系及其发展规律的新学科,其能明确疾病进化和生态之间的相互作用,预测疾病爆发的方式和地点,指导相关部门的管理决策,有效预防生物流行病的传播。当前,eDNA技术已用于研究水体中的寄生虫疾病[54]。CARRARO等[55-56]、GOMES等[57]通过研究证实了eDNA技术用于预测预防水体寄生虫爆发的潜力。其中CARRARO等[55]以瑞士Wigger分水岭为研究区,以对本地鲑鱼物种有极大影响的增生性疾病(Proliferative kidney disease,PKD)为研究对象,绘制了其病原体F. sultane的DNA浓度分布图,并建立了研究水传播疾病的流行病学和疾病动力学模型;同时利用eDNA技术对整个河流上游网络中引发鲑鱼疾病的固着无脊椎动物F. sultane及其寄生虫T. bryosalmonae的分布和丰度进行了估计,通过这两种生物的生物量变化来预测PKD在研究区内的传染状况[56]。这项研究开启了利用eDNA技术估计目标物种在研究区内分布情况及有效预测预防流行病传播的新模式,而传统的调查方法迄今还无法做到这一点。
5. eDNA技术应用的局限性与展望
在水生态监测研究中,传统的形态学生物监测方法受耗时长、难度大、成本高等因素的限制,无法实现对水生生物的精准监测和识别。eDNA技术目前虽然也存在着流程不规范统一、数据库不完善等问题,但其具有的省时高效、灵敏度高、环境友好等优势,正推动着该技术成为生物多样性监测和评估的一个强有力工具。因此,eDNA技术和传统监测方法的互相补充才能为全球大规模、高效率的生物监测提供技术支撑。

eDNA技术是分子生态学发展的重要产物,它将极大地提升人类从生态系统中获取数据的能力,未来关于eDNA的进一步发展将涉及技术和应用两个层面。技术方面,在解决技术流程、监测精度、水生生物种数据库等问题的同时,应加强新兴测序技术及平台的研发,将基因测序结果和监督式机器学习进行有效结合,实现水生态监测的智能化,不断提高监测效率,使更大批量的测序成为可能,还应将eDNA技术引入水生生物的食物网/链研究中,丰富eDNA研究的技术体系。应用方面,一是在稳步推进eDNA技术应用于水域生物多样性与水生态监测等常规研究的同时,还应拓展eDNA技术在水生态系统的研究领域,加强该技术在水域食物链/网重构、流域营养盐控制、流域生态调控与管理中的应用;二是要积极开展试点性研究,尝试将eDNA技术引入国家水环境与水生态监测体系,编制并完善与eDNA技术应用及实施相关技术的指南、导则与方法,进而实现eDNA技术在水生态环境监测领域更广泛的应用。
| [1] | HANFLING B, LAWSON H L, READ D S, et al. Environmental DNA metabarcoding of lake fish communities reflects long-term data from established survey methods[J]. Molecular Ecology, 2016, 25(13): 3101-3119. DOI:10.1111/mec.13660 |
| [2] | TABERLET P, COISSAC E, HAJIBABAEI M, et al. Environmental DNA[J]. Molecular Ecology, 2012, 21(8): 1789-1793. DOI:10.1111/j.1365-294X.2012.05542.x |
| [3] | 高天翔, 陈治, 王晓艳. 近海鱼类多样性调查新方法--环境DNA分析技术[J]. 浙江海洋大学学报(自然科学版), 2018, 37(1): 1-7. |
| [4] | 马鸿娟, STEWART KATHRYN, 马利民, 等. 环境DNA及其在水生生态系统保护中的应用[J]. 生态学杂志, 2016, 35(2): 516-523. |
| [5] | 陈炼, 吴琳, 刘燕, 等. 环境DNA metabarcoding及其在生态学研究中的应用[J]. 生态学报, 2016, 36(15): 4573-4582. |
| [6] | 张辉, 线薇薇. 环境DNA技术在生态保护和监测中的应用[J]. 海洋科学, 2020, 44(7): 96-102. |
| [7] | 李萌, 尉婷婷, 史博洋, 等. 环境DNA技术在淡水底栖大型无脊椎动物多样性监测中的应用[J]. 生物多样性, 2019, 27(5): 480-490. |
| [8] | ZHANG S, LU Q, WANG Y Y, et al. Assessment of fish communities using environmental DNA: Effect of spatial sampling design in lentic systems of different sizes[J]. Molecular Ecology Resources, 2020, 20(1): 242-255. DOI:10.1111/1755-0998.13105 |
| [9] | DEINER K, WALSER J C, MACHLER E, et al. Choice of capture and extraction methods affect detection of freshwater biodiversity from envi- ronmental DNA[J]. Biological Conservation, 2015, 183: 53-63. DOI:10.1016/j.biocon.2014.11.018 |
| [10] | 高旭, 杨江华, 张效伟. 浮游动物DNA宏条形码标志基因比较研究[J]. 生态毒理学报, 2020, 15(2): 61-70. |
| [11] | HUO S L, LI X C, XI B D, et al. Combining morphological and metab- arcoding approaches reveals the freshwater eukaryotic phytoplankton community[J]. Environmental Sciences Europe, 2020, 32(1): 1-14. DOI:10.1186/s12302-019-0282-1 |
| [12] | 张丽娟, 徐杉, 赵峥, 等. 环境DNA宏条形码监测湖泊真核浮游植物的精准性[J]. 环境科学, 2021, 42(2): 796-807. |
| [13] | 王靖淇, 王书平, 张远, 等. 高通量测序技术研究辽河真核浮游藻类的群落结构特征[J]. 环境科学, 2017, 38(4): 1403-1413. |
| [14] | ZHANG Y, PAVLOVSKA M, STOICA E, et al. Holistic pelagic biodiversity monitoring of the Black Sea via eDNA metabarcoding approach: From bacteria to marine mammals[J]. Environment International, 2020, 135: 105307. DOI:10.1016/j.envint.2019.105307 |
| [15] | LI F L, FLORIAN A, YANG J H, et al. Human activities'fingerprint on multitrophic biodiversity and ecosystem functions across a major river catchment in China[J]. Global Change Biology, 2020, 26(12): 6867-6879. DOI:10.1111/gcb.15357 |
| [16] | 凌建忠, 姜亚洲, 孙鹏, 等. 环境DNA技术在象山港水域鱼类多样性调查中的应用与评估[J]. 中国水产科学, 2021, 28(2): 205-214. |
| [17] | 陈金萍, 周春花, 欧阳珊, 等. 鄱阳湖流域蚌类环境DNA宏条形码引物的筛选验证[J]. 湖泊科学, 2021, 33(4): 1254-1264. |
| [18] | THOMSEN P F, KIELGAST J, IVERSEN L L, et al. Detection of a diverse marine fish fauna using environmental DNA from seawater samples[J]. PLoS One, 2012, 7(8): e41732. DOI:10.1371/journal.pone.0041732 |
| [19] | 赵梦迪. 利用环境DNA分析冬季中国东黄海水域的鱼类多样性[D]. 上海: 上海海洋大学, 2017: 40-47. |
| [20] | SIGSGAARD E E, TORQUATO F, FRØSLEV T G, et al. Using vertebrate environmental DNA from seawater in biomonitoring of marine habitats[J]. Conservation Biology, 2020, 34(3): 697-710. DOI:10.1111/cobi.13437 |
| [21] | 杨海乐, 吴金明, 张辉, 等. 大型河流中鱼类组成的eDNA监测效率——以长江武汉江段为例[J]. 中国水产科学, 2021, 28(6): 796-807. |
| [22] | 宋伦, 吴景, 宋广军, 等. 基于环境DNA技术的辽东湾真核微藻群落结构特征[J]. 生态学报, 2020, 40(17): 6243-6257. |
| [23] | LIU S Y, GIBSON K, CUI Z M, et al. Metabarcoding analysis of harm- ful algal species in Jiaozhou Bay[J]. Harmful Algae, 2020, 92: 101772. DOI:10.1016/j.hal.2020.101772 |
| [24] | 岳一鸿, 傅志伟, 陈学萍, 等. 乌江流域某水库浮游藻类群落结构及多样性分析[J]. 上海大学学报(自然科学版), 2021, 27(1): 97-105. |
| [25] | 唐晟凯, 钱胜峰, 沈冬冬, 等. 应用环境DNA技术对邵伯湖浮游动物物种检测的初步研究[J]. 水产养殖, 2021, 42(3): 13-20. |
| [26] | 胡愈炘, 彭玉, 李瑞雯, 等. 基于环境DNA宏条形码的丹江口水库浮游生物多样性及群落特征[J/OL]. 湖泊科学: 1-10. (2021-07-08)[2021-07-15]. http://kns.cnki.net/kcms/detail/32.1331.P.20210708.1511.006.html. |
| [27] | 吴昀晟, 唐永凯, 李建林, 等. 水生生物环境DNA检测技术及其应用[J]. 水产学杂志, 2018, 31(4): 48-52, 58. |
| [28] | 单秀娟, 李苗, 王伟继. 环境DNA(eDNA)技术在水生生态系统中的应用研究进展[J]. 渔业科学进展, 2018, 39(3): 23-29. |
| [29] | 郁斯贻. 环境DNA技术在水生生物监测中的应用研究[J]. 科技视界, 2019(22): 78-79, 89. |
| [30] | 马竹欣. 利用环境DNA技术调查入侵种克氏原螯虾在元阳梯田的分布[D]. 昆明: 云南大学, 2016. |
| [31] | FICETOLA G F, MIAUD C, POMPANON F, et al. Species detection using environmental DNA from water samples[J]. Biology Letters, 2008, 4(4): 423-425. DOI:10.1098/rsbl.2008.0118 |
| [32] | JERDE C L, CHADDERTON W L, MAHON A R, et al. Detection of Asian carp DNA as part of a great lakes basin-wide surveillance pro- gram[J]. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 2013, 70(4): 522-526. DOI:10.1139/cjfas-2012-0478 |
| [33] | EGAN S P, GREY E, OLDS B, et al. Rapid molecular detection of invasive species in ballast and harbor water by integrating environmental DNA and light transmission spectroscopy[J]. Environmental Sci-ence & Technology, 2015, 49(7): 4113-4121. |
| [34] | TAKAHARA T, MINAMOTO T, DOI H. Using environmental DNA to estimate the distribution of an invasive fish species in ponds[J]. PLoS One, 2013, 8(2): e56584. DOI:10.1371/journal.pone.0056584 |
| [35] | 吴昀晟, 唐永凯, 李建林, 等. 环境DNA在长江江豚监测中的应用[J]. 中国水产科学, 2019, 26(1): 124-132. |
| [36] | WINFILED I J, FLETCHER J M, JAMES J B, et al. Assessment of the vendace population of Bassenthwaite Lake including observations on vendace spawning grounds final report[J]. Anesthesia and Analgesia, 2008, 115(1): 209-210. |
| [37] | FUKUMOTO S, USHIMARU A, MINAMOTO T. A basin-scale application of environmental DNA assessment for rare endemic species and closely related exotic species in rivers: A case study of giant salamanders in Japan[J]. Journal of Applied Ecology, 2015, 52(2): 358-365. DOI:10.1111/1365-2664.12392 |
| [38] | PIGGOTT M P. An environmental DNA assay for detecting macquarie perch, Macquaria australasica[J]. Conservation Genetics Resources, 2017, 9(2): 257-259. DOI:10.1007/s12686-016-0666-0 |
| [39] | RIAZ M, WITTWER C, NOWAK C, et al. An environmental DNA assay for the detection of the regionally endangered freshwater fish Alburnoides bipunctatus in Germany[J]. Conservation Genetics Resources, 2020, 12(1): 41-43. DOI:10.1007/s12686-018-1063-7 |
| [40] | TAKAHARA T, MINAMOTO T, YAMANAKA H, et al. Estimation of fish biomass using environmental DNA[J]. PLoS One, 2012, 7(4): e35868. DOI:10.1371/journal.pone.0035868 |
| [41] | 孙晶莹, 杨江华, 张效伟. 环境DNA(eDNA)宏条形码技术对枝角类浮游动物物种鉴定及其生物量监测研究[J]. 生态毒理学报, 2018, 13(5): 76-86. |
| [42] | 李苗, 单秀娟, 王伟继, 等. 中国对虾生物量评估的环境DNA检测技术的建立及优化[J]. 渔业科学进展, 2019, 40(1): 12-19. |
| [43] | 李苗, 单秀娟, 王伟继, 等. 环境DNA在水体中存留时间的检测研究: 以中国对虾为例[J]. 渔业科学进展, 2020, 41(1): 51-57. |
| [44] | 秦传新, 左涛, 于刚, 等. 环境DNA在水生生态系统生物量评估中的研究进展[J]. 南方水产科学, 2020, 16(5): 123-128. |
| [45] | 尹华宝, 余冠军, 王贵林, 等. 食肉目动物食性研究方法[J]. 安徽大学学报(自然科学版), 2008, 32(1): 90-94. |
| [46] | 周天成, 胡思敏, 林先智, 等. 基于18S rDNA条形码技术的珊瑚礁区塔形马蹄螺(Tectus pyramis)食性分析[J]. 海洋科学, 2020, 44(2): 99-107. |
| [47] | ZHANG H, XU Q, ZHAO Y, et al. Sea cucumber(Apostichopus japoni-cus) eukaryotic food source composition determined by 18S rDNA barcoding[J]. Marine Biology, 2016, 163(7): 1-11. |
| [48] | 刘刚, 宁宇, 夏晓飞, 等. 高通量测序技术在野生动物食性分析中的应用[J]. 生态学报, 2018, 38(9): 359-368. |
| [49] | ZHANG X W. Environmental DNA shaping a new era of ecotoxicolog- ical research[J]. Environmental Science & Technology, 2019, 53(10): 5605-5612. |
| [50] | YANG J H, ZHANG X W, XIE Y W, et al. Ecogenomics of zooplank- ton community reveals ecological threshold of ammonia nitrogen[J]. Environmental Science & Technology, 2017, 51(5): 3057-3064. |
| [51] | LI F L, YANG J H, ZHANG X W, et al. Application of environmental DNA metabarcoding for predicting anthropogenic pollution in rivers[J]. Environmental Science & Technology, 2018, 52(20): 11708-11719. |
| [52] | XIE Y W, ZHANG X W, YANG J H, et al. eDNA-based bioassess- ment of coastal sediments impacted by an oil spill[J]. Environmental Pollution, 2018, 238: 739-748. DOI:10.1016/j.envpol.2018.02.081 |
| [53] | YANG J H, JEPPE K, ZHANG X W. Environmental DNA metabar- coding supporting community assessment of environmental stressors in a field-based sediment microcosm study[J]. Environmental Science & Technology, 2018, 52(24): 14469-14479. |
| [54] | HUVER J R, KOPRIVNIKAR J, JOHNSON P T J, et al. Development and application of an eDNA method to detect and quantify a pathogenic parasite in aquatic ecosystems[J]. Ecological Applications: A Publi-cation of the Ecological Society of America, 2015, 25(4): 991-1002. DOI:10.1890/14-1530.1 |
| [55] | CARRARO L, BERTUZZO E, MARI L, et al. Integrated field, labora- tory and theoretical study of PKD spread in a Swiss Prealpine River[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2017, 114(45): 11992-11997. DOI:10.1073/pnas.1713691114 |
| [56] | CARRARO L, HARTIKAINEN H, JOKELA J, et al. Estimating species distribution and abundance in river networks using environmental DNA[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2018, 115(46): 11724-11729. DOI:10.1073/pnas.1813843115 |
| [57] | GOMES G B, HUTSON K S, DOMINGOS J A, et al. Use of environ- mental DNA(eDNA)and water quality data to predict protozoan para- sites outbreaks in fish farms[J]. Aquaculture, 2017, 479(1): 467-473. |
| [58] | 黎慧, 阚霞, 魏宁, 等. 一种水环境eDNA提取方法的建立[J]. 安徽农业科学, 2019, 47(9): 108-110, 115. |
| [59] | JANE S F, WILCOX T M, YOUNG M K, et al. Distance, flow and PCR inhibition: eDNA dynamics in two headwater streams[J]. Molecular Ecology Resources, 2015, 15(1): 216-227. DOI:10.1111/1755-0998.12285 |
| [60] | PILLIOD D S, GOLDBERG C S, ARKLE R S, et al. Factors influencing detection of eDNA from a stream-dwelling amphibian[J]. Molecular Ecology Resources, 2014, 14(1): 109-116. DOI:10.1111/1755-0998.12159 |
| [61] | JESSICA J E, SENDREA E B, PETER W S. Effects of temperature and trophic state on degradation of environmental DNA in lake water[J]. Environmental Science & Technology, 2016, 50(4): 1859-1867. |
| [62] | 杨江华. 太湖流域浮游动物物种多样性与环境污染群落生态效应研究[D]. 南京: 南京大学, 2017: 29-49. |
| [63] | 李晗溪, 黄雪娜, 战爱斌, 等. 基于环境DNA-宏条形码技术的水生生态系统入侵生物的早期监测与预警[J]. 生物多样性, 2019, 27(5): 491-504. |
| [64] | 张宛宛. 基于DNA宏条形码技术的浮游植物群落多样性监测研究[D]. 南京: 南京大学, 2017: 36-60. |
| [65] | YANG J H, ZHANG X W, ZHANG W W, et al. Indigenous species barcode database improves the identification of zooplankton[J]. PLoS One, 2017, 12(10): e0185697. DOI:10.1371/journal.pone.0185697 |
| [66] | 王萌, 金小伟, 林晓龙, 等. 基于环境DNA-宏条形码技术的底栖动物监测及水质评价研究进进展[J/OL]. 生态学报, 2021(18): 1-14. (2021-06-15)[2021-07-15]. http://kns.cnki.net/kcms/detail/11.2031.Q.20210615.1034.033.html. |
| [67] | ZHU F, RAMON M, FABRICE N, et al. Mapping of picoeucaryotes in marine ecosystems with quantitative PCR of the 18S rRNA gene[J]. FEMS Microbiology Ecology, 2010(1): 79-92. |
| [68] | LAURE A P G, ARIELLE C, FRANCOIS S, et al. Taxonomy-free molecular diatom index for high-throughput eDNA biomonitoring[J]. Mo-lecular Ecology Resources, 2017, 17(6): 1231-1242. DOI:10.1111/1755-0998.12668 |
| [69] | SAGOVA M M, BOENIGK J, BOUCHEZ A, et al. Expanding ecological assessment by integrating microorganisms into routine freshwater biomonitoring[J]. Water Research, 2021, 191: 116767. DOI:10.1016/j.watres.2020.116767 |
品牌优势
捷倍斯生物可以提供专业和完善的核酸分离纯化解决方案,有硅胶柱法、磁珠法与溶液直接法的核酸纯化产品,在二代测序的样品前处理方面有着专业的技术与积累,有完善的针对唾液、血液与血浆等样品的保存、运输与高通量核酸纯化等整套的解决方案。 在诊断试剂原料方面,捷倍斯生物可以提供生物染色剂、高端的表面活性剂、显色底物、生物缓冲剂以及酶制剂与其稳定剂等系列产品。
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