间充质干细胞可来源于多种组织,具有再生和免疫调节功能,从而在临床中广泛应用。而以MSC为基础的治疗效应很大程度上依赖其向损伤部位特异性迁移和归巢的能力。由于MSC的治疗效应依赖其产生近分泌或者旁分泌因子,增强内源性干细胞的增殖能力,为了充分发挥其旁分泌作用,那么MSC迁移至损伤器官或者组织则成为必须。因此,深入了解MSC特异性归巢至损伤部位的机制才能更好地提高其临床移植效率,增强治疗效果。
一、影响MSC归巢的因素
MSC迁移和归巢至损伤组织受多种因素的影响,包括细胞的组织来源,细胞的功能状态,输注方法及宿主器官的损伤状态等。
1.细胞的来源:
不同组织来源的MSC其归巢能力存在明显差异。MSC可来源于多种不同的组织(骨髓、脂肪、胎盘、脐血等),且不同组织来源的细胞其细胞表型亦不完全相同。细胞表型的不同主要是由其原始环境不同所致,从而影响MSC的归巢能力。因此,国际细胞治疗协会(InternationalSociety for Cellular Therapy, ISCT)制订了参考标准,为人体干细胞治疗提供了一定的依据。
2.细胞的功能状态:
MSC的功能状态主要受体外细胞培养过程中传代的次数及不同的培养条件(不同的氧浓度和培养基成分)的影响。
MSC的定植效率随着传代次数的增多而降低。Rombouts和Ploemacher的研究表明,新鲜分离的MSC较培养传代后的细胞归巢能力更强。但MSC培养24 h其归巢效率可从55%~65%降至10%,而培养48 h归巢能力甚至降至0。MSC的修复能力随着传代次数而降低,可能是由于体外扩增会导致老化,从而降低其修复潜能。还有一种可能是体外培养会改变细胞表面受体的表达和功能,而这些受体往往是介导细胞归巢的关键因子。
不同的氧浓度及培养基中的细胞因子、生长因子也是影响MSC归巢的重要因素。基质金属蛋白酶是参与细胞迁移的重要蛋白酶。培养环境中的细胞数目及低氧均会影响基质金属蛋白酶的表达。而炎性细胞因子和生长因子等促进MSC的迁移,主要也是通过促进基质金属蛋白酶的表达来实现的。因此,MSC所处的培养环境对其归巢能力具有重要影响。
3.输注方式:
不同的输注方式也会影响MSC在损伤组织的定植效率。静脉输注仍是目前最主要的输注方式。但由于静脉注射会导致大量细胞嵌顿在各种组织的毛细血管床,尤其是肺脏,因此有学者提出可行动脉内注射。相比股静脉注射,颈内动脉注射MSC可明显增加细胞在损伤脑组织的定植。另一项研究也得出了相似的结果,在治疗亚急性脊髓损伤中,椎动脉注射MSC较静脉能更好地改善功能。然而从动脉注射细胞存在微血管栓塞的风险。因此,有研究探索了其他的注射方式即在损伤部位或附近进行局部注射。如在治疗心肌梗死的研究中,将MSC直接注射到心脏内或损伤附近的部位,的确能增加损伤部位细胞的数目,改善治疗效果。
尽管上述不同的输注方式能影响细胞的定植效率和活性,但静脉输注较动脉输注和局部输注有更好的优势,如易于注射,便于连续多次输注等。因此为了避免静脉注射后细胞大量坎顿在肺血管床,有研究表明局部使用血管扩张剂硝普钠,能增加MSC通过肺微血管的数量,从而提高了静脉输注的效率。
4.宿主器官的损伤状态:
MSC的低免疫原性能逃避宿主的免疫监视,其生物活性和效率主要依赖宿主的生理状态。在损伤过程中,宿主细胞能释放不同的化学趋化因子,这些趋化因子能促进MSC的迁移。这就解释了心肌梗死损伤24 h后注射MSC较14 d后注射MSC的归巢效果更好的原因。同时,许多趋化因子受体与MSC上相应的受体被发现。且在正常无损伤状态下,未见其特异性的组织或器官归巢特性;在损伤状态下,亦未见损伤组织以外的其他器官内存留显著数量的MSC。因此提示,机体不同的功能状态影响MSC的某些分子的表达变化,从而影响其归巢能力。
二、MSC归巢至损伤部位的机制
目前研究人员对MSC归巢的机制进行了大量的探究,研究表明,趋化因子及其受体、炎性因子及其受体、黏附分子以及生长因子及其受体等可能在MSC的归巢过程中发挥了关键作用,但确切机制尚不明确。
(一)趋化因子及其受体
当机体发生器官损伤时可见大量趋化因子表达水平升高,包括基质细胞衍生因子–1(SDF–1)、趋化因子配体7(CXCL7)、趋化因子配体1(CXCL1)、趋化因子配体2(CXCL2)等。而MSC可以表达上述具有生物学功能的趋化因子受体。有研究表明,当发生损伤时,趋化因子表达明显增加与MSC的归巢水平一致。
1.CCL7/CCR1轴:
CCL7及其受体CCR1明确参与MSC的归巢。研究表明,在大鼠损伤的心肌梗死部位CCL7的表达水平明显增高,同时使得MSC向损伤部位的募集增加。另外一项研究亦表明,上调CCR1的表达能极大地增加MSC的趋化性迁移。
2.CCL2/CCR2轴:
除了CCL7/CCR1以外,CCL2/CCR2也是介导MSC迁移的关键因子。近期的研究表明,当心肌发生缺血后,CCL2的表达明显上调,相应的明显促进干细胞向缺血再灌注部位损伤心肌的归巢增加。
3.SDF–1/CXCR4轴:
SDF–1/CXCR4是趋化因子家族重要成员之一,最初作为淋巴细胞和单核细胞在正常或者炎症环境下的特异性趋化因子而首先被发现。随后有研究表明,MSC能表达CXCR4,CXCR4是SDF–1的受体,因而有一系列的研究表明SDF–1/CXCR4轴对人源的骨髓MSC和脐带血MSC的迁移必不可少。
4.CXCL12/CXCR7轴:
除了CXCR4以外,CXCL12(即SDF–1)的另外一个受体CXCR7也表现出较强的趋化迁移干细胞的能力。有研究表明,当肾脏发生缺血–再灌注损伤时CXCL12水平明显升高,而低氧预处理MSC后可增加CXCR7表达,从而促进其向缺血–再灌注肾脏的趋化迁移。我们前期的研究表明,过表达CXCR7的MSC向急性肺损伤组织的归巢能力增强。提示CXCR7也是介导MSC向损伤部位迁移的关键靶点。
5.CX3CL1/CX3CR1轴:
除了上述趋化因子外,近期有研究提示,体外培养的人骨髓来源的MSC以剂量依赖的方式向CX3CL1趋化迁移。当MSC暴露于缺氧环境下,其受体CX3CR1的表达水平明显增加,向CX3CL1的迁移水平增加。因此,敲除人骨髓MSC上CX3CR1可明显减少大鼠经尾静脉注射后向缺血脑组织募集,提示CX3CL1/CX3CR1的相互作用在MSC向损伤组织的归巢中发挥重要作用。
(二)炎性因子及其受体
当机体发生损伤时局部会释放大量的炎性因子,而MSC表达各种炎性因子的受体,与白细胞向损伤部位趋化类似,MSC亦能以剂量依赖的方式向炎性因子募集趋化。有研究表明,TNFα是炎症时损伤部位的重要炎性因子。体外研究,TNFα能诱导和介导大鼠骨髓MSC的迁移。细胞外的高移动迁移蛋白族1(HMGB1)是在炎症、组织损伤和再生过程中发挥重要作用的细胞因子。Meng等的研究证实,HMGB1也能以剂量依赖的方式趋化MSC的迁移。单核细胞趋化蛋白–1(MCP–1)在炎症过程中对巨噬细胞的募集和激活具有重要作用,能促进MSC向大鼠脑部缺血部位的迁移。因此,与白细胞类似,MSC也受到炎性因子的趋化。
(三)黏附分子
MSC也表达很多受体和细胞黏附分子,可以辅助细胞迁移和归巢。整合素参与了MSC的迁移。分别使用整合素的中和抗体后发现,除了整合素α4以外,均可抑制细胞向梗死心肌的迁移。更重要的是,研究发现MSC表面也表达整合素的受体血管细胞黏附分子(VCAM)和细胞间黏附分子(ICAM)。因此表明,各种黏附因子及其受体也参与了MSC的迁移。
(四)生长因子及其受体
生长因子及其受体除了具有自身已发现的作用外,还具有促进MSC迁移的作用。肝细胞生长因子(HGF)在肝脏损伤部位的表达上调。在动物心肌梗死模型中,损伤心肌部位HGF的表达增加。研究发现人的骨髓和循环血液中MSC均表达功能性的c–met受体,并且可被HGF趋化;使用c–met特异性的阻断剂K–252a可显著抑制这种趋化效应,从而表明HGF–c–met信号可调节MSC的迁移。也有报道表明,其他生长因子包括血小板来源生长因子(PDGF)、胰岛素样生长因子(IGF)、表皮生长因子(EGF)、血管生成素–1(Ang–1)等也能趋化MSC,并且MSC也能表达中、高水平的生长因子受体,包括血小板来源生长因子受体、胰岛素样生长因子受体、表皮生长因子受体和Ang–1受体。因此,多种生长因子及其受体轴也介导了MSC的迁移。
三、促进MSC归巢至损伤部位的实验方法
要让MSC归巢到特定的组织,需要来自损伤组织的信号分子与MSC上相应受体的正确组合。MSC表面表达的趋化因子受体受到诸多因素的影响。虽然新鲜分离的MSC归巢效果更好,但细胞数目有限。因此,扩增MSC达到一定的数目同时保留归巢所需的关键受体将十分重要,目前还停留在临床前的研究阶段。
1.细胞因子预处理:
预先使用细胞因子(如IL–6、HGF等)预处理体外培养的MSC能促进趋化因子CXCR4表达,进而促进细胞的迁移。同理,在结肠炎模型中,IL–1β预处理后能增强MSC的归巢。
2.改变培养条件和共培养:
Hung等的研究表明,将MSC短期暴露于低氧环境能增加趋化因子受体CX3CR1和CXCR4表达。将人源的脐带MSC与足细胞共培养也能促进CXCR4表达。
3.基因工程:
使用基因工程的方法促进趋化因子受体的表达,研究发现过表达CXCR4的MSC能增加细胞的归巢能力,同时促进心肌梗死的修复以及急性肺损伤的修复。
使用不同的细胞因子预处理或改变培养条件等均可使MSC趋化因子的表达水平短暂增加,从而促进MSC迁移,然而这种效果持续时间较短,且受体内环境的影响。因此,通过基因工程的方法使促进干细胞迁移的关键因子持续高水平表达,可能是目前更为有效的方法。
总之,MSC在提高损伤或患病器官的修复和再生中具有极大的潜力。且这种效应的发挥很大程度上依赖向目标组织聚集的MSC数量。因此,进一步明确MSC归巢的关键机制以及在培养过程中找到关键的方法来保持MSC的初始归巢能力具有重要意义。
参考文献
[1]DominiciM,Le BlancK, MuellerI, et al. Minimal criteria for defining multipotentmesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapyposition statement[J]. Cytotherapy, 2006, 8(4): 315–317.
[2]RomboutsWJ,PloemacherRE. Primary murine MSC show highly efficient homing to the bonemarrow but lose homing ability following culture[J]. Leukemia, 2003, 17(1): 160–170.
[3]AnnabiB,LeeYT, TurcotteS, et al. Hypoxia promotes murine bone–marrow–derivedstromal cell migration and tube formation[J]. Stem Cells, 2003, 21(3): 337–347.
[4]SchrepferS,DeuseT, ReichenspurnerH, et al. Stem cell transplantation: the lung barrier[J].Transplant Proc, 2007, 39(2): 573–576.
[5]WalczakP,ZhangJ, GiladAA, et al. Dual–modality monitoring of targeted intraarterial delivery ofmesenchymal stem cells after transient ischemia[J]. Stroke, 2008, 39(5): 1569–1574.
[6]SykovaE,JendelovaP, UrdzikovaL, et al. Bone marrow stem cells and polymer hydrogels––twostrategies for spinal cord injury repair[J]. Cell Mol Neurobiol, 2006, 26(7–8):1113–1129.
[7]ZhangD,FanGC, ZhouX, et al. Over–expression of CXCR4 on mesenchymal stem cells augmentsmyoangiogenesis in the infarcted myocardium[J]. J Mol Cell Cardiol, 2008,44(2): 281–292.
[8]SchenkS,MalN, FinanA, et al. Monocyte chemotactic protein–3 is a myocardial mesenchymal stemcell homing factor[J]. Stem Cells, 2007, 25(1): 245–251.
[9]HonczarenkoM,LeY, SwierkowskiM, et al. Human bone marrow stromal cells express a distinctset of biologically functional chemokine receptors[J]. Stem Cells, 2006, 24(4):1030–1041.
[10]HuangJ,ZhangZ, GuoJ, et al. Genetic modification of mesenchymal stem cellsoverexpressing CCR1 increases cell viability, migration, engraftment, andcapillary density in the injured myocardium[J]. Circ Res, 2010, 106(11): 1753–1762.
[11]Belema–BedadaF,UchidaS, MartireA, et al. Efficient homing of multipotent adult mesenchymalstem cells depends on FROUNT–mediated clustering of CCR2[J]. Cell Stem Cell, 2008,2(6): 566–575.
[12]MoserB,WillimannK. Chemokines: role in inflammation and immune surveillance[J]. AnnRheum Dis, 2004, 63Suppl 2: ii84–ii89.
[13]BhaktaS,HongP, KocO. The surface adhesion molecule CXCR4 stimulates mesenchymal stemcell migration to stromal cell–derived factor–1 in vitro but does not decreaseapoptosis under serum deprivation[J]. Cardiovasc Revasc Med, 2006, 7(1): 19–24.
[14]WynnRF,HartCA, Corradi–PeriniC, et al. A small proportion of mesenchymal stemcells strongly expresses functionally active CXCR4 receptor capable ofpromoting migration to bone marrow[J]. Blood, 2004, 104(9): 2643–2645.
[15]LiuH,LiuS, LiY, et al. The role of SDF–1–CXCR4/CXCR7 axis in the therapeuticeffects of hypoxia–preconditioned mesenchymal stem cells for renalischemia/reperfusion injury[J]. PLoS One, 2012, 7(4): e34608.
[16]BingerT,StichS, AndreasK, et al. Migration potential and gene expression profile ofhuman mesenchymal stem cells induced by CCL25[J]. Exp Cell Res, 2009, 315(8):1468–1479.
[17]FuX,HanB, CaiS, et al. Migration of bone marrow–derived mesenchymal stem cellsinduced by tumor necrosis factor–alpha and its possible role in wound healing[J]. WoundRepair Regen, 2009, 17(2): 185–191.
[18]MengE,GuoZ, WangH, et al. High mobility group box 1 protein inhibits theproliferation of human mesenchymal stem cells and promotes their migration anddifferentiation along osteoblastic pathway[J]. Stem Cells Dev, 2008, 17(4): 805–813.
[19]WangL,LiY, ChenJ, et al. Ischemic cerebral tissue and MCP–1enhance rat bone marrow stromal cell migration in interface culture[J]. ExpHematol, 2002, 30(7): 831–836.
[20]IpJE,WuY, HuangJ, et al. Mesenchymal stem cells use integrin beta1 not CXC chemokinereceptor 4 for myocardial migration and engraftment[J]. Mol Biol Cell, 2007,18(8): 2873–2882.
[21]KramperaM,PizzoloG, ApriliG, et al. Mesenchymal stem cells for bone, cartilage, tendonand skeletal muscle repair[J]. Bone, 2006, 39(4): 678–683.
[22]JankowskiK,KuciaM, WysoczynskiM, et al. Both hepatocyte growth factor (HGF) and stromal–derivedfactor–1 regulate the metastatic behavior of humanrhabdomyosarcoma cells, but only HGF enhances their resistance toradiochemotherapy[J]. Cancer Res, 2003, 63(22): 7926–7935.
[23]KuciaM,RatajczakJ, RecaR, et al. Tissue–specific muscle, neural and liver stem/progenitor cellsreside in the bone marrow, respond to an SDF–1 gradient and are mobilized intoperipheral blood during stress and tissue injury[J]. Blood Cells Mol Dis, 2004,32(1): 52–57.
[24]SonBR,Marquez–CurtisLA, KuciaM, et al. Migration of bone marrow andcord blood mesenchymal stem cells in vitro is regulated by stromal–derivedfactor–1–CXCR4 and hepatocyte growth factor–c–metaxes and involves matrix metalloproteinases[J]. Stem Cells, 2006, 24(5): 1254–1264.
[25]PonteAL,MaraisE, GallayN, et al. The in vitro migration capacity of human bone marrowmesenchymal stem cells: comparison of chemokine and growth factor chemotacticactivities[J]. Stem Cells, 2007, 25(7): 1737–1745.
[26]ShiM, LiJ,LiaoL, et al. Regulation of CXCR4 expression in human mesenchymal stem cells bycytokine treatment: role in homing efficiency in NOD/SCID mice[J].Haematologica, 2007, 92(7): 897–904.
[27]FanH,ZhaoG, LiuL, et al. Pre–treatment with IL–1beta enhances the efficacy of MSCtransplantation in DSS–induced colitis[J]. Cell Mol Immunol, 2012, 9(6): 473–481.
[28]HungSC,PochampallyRR, HsuSC, et al. Short–term exposure of multipotentstromal cells to low oxygen increases their expression of CX3CR1 and CXCR4 andtheir engraftment in vivo[J]. PLoS One, 2007, 2(5): e416.
[29]ZhangF,HongY, LiangW, et al. Co–culture with Sertoli cells promotes proliferation andmigration of umbilical cord mesenchymal stem cells[J]. Biochem Biophys ResCommun, 2012, 427(1): 86–90.
[30]YangJX,ZhangN, WangHW, et al. CXCR4 receptor overexpression in mesenchymal stem cellsfacilitates treatment of acute lung injury in rats[J]. J Biol Chem, 2015,290(4): 1994–2006.
转自徐秀萍邱海波 细胞王国




