Agilent | Cytation 系列成像仪器：解锁 3D 细胞培养研究新视野

在生命科学研究的广阔领域中，3D 细胞培养技术正逐渐成为探索细胞奥秘的关键利器。而安捷伦Cytation成像仪器，更是在这一前沿领域发挥着不可替代的重要作用。今天，就让我们一同探寻安捷伦成像仪器如何助力科研人员突破研究瓶颈，获取更精准、更具价值的科研成果。

传统的 2D 细胞培养方式简单来说，就是让细胞在一个平面上生长。这种方式虽然操作简便，但存在明显的局限性。在 2D 培养环境中，细胞缺乏与细胞之间、细胞与细胞外基质之间的真实互动，也无法形成像在体内那样复杂的代谢梯度和极性。而 3D 细胞培养技术则为细胞创造了一个与体内环境高度相似的 “小世界”。在这个 “小世界” 里，细胞能够像在人体中一样相互交流、协同工作，保持自身原本的功能和特性。

这一技术的出现，使得科研人员可以更精准地模拟人体生理过程，深入研究疾病的发生发展机制，以及评估药物的作用效果，为生命科学研究带来了新的曙光。

在自然杀伤细胞（NK）介导的细胞毒性研究中，科研人员借助基于胶原蛋白支架的 3D 细胞培养技术，诱导 HCT116 细胞形成肿瘤样结构，将其作为靶细胞。在实验过程中，安捷伦的成像仪器搭配自动化工作流程，就像一位不知疲倦的 “科研小助手”，定时对细胞进行成像分析。通过它科研人员能够清晰地观察到 NK 细胞与肿瘤样细胞之间的相互作用，以及细胞凋亡和坏死的动态过程。

这项研究充分表明，3D 模型在维持细胞健康和准确呈现细胞毒性事件方面具有显著优势，而安捷伦成像仪器在其中发挥了至关重要的作用。

NK 细胞诱导 HCT116 肿瘤凋亡和坏死的成像。（A 至 D）使用 4 倍物镜拍摄的肿瘤荧光叠加图像；（E 至 H）分别为用 20:1 比例的 IL-2 刺激的 NK 细胞处理 0 小时、24 小时、72 小时和 120 小时后，单个肿瘤样体图像。（I）投影并放大的图像，其中绿色的 pSIVA-IANDB 染色的是凋亡细胞，黄色的PI染色的是坏死细胞，红色的 CellTracker Deep Red 标记的是 NK 细胞。

在肝毒性研究方面，科研人员由人肝细胞构建的 3D 肝微组织模型，来评估非甾体抗炎药（NSAIDs）对肝脏的长期影响。实验中，使用安捷伦 Cytation细胞成像设备，通过荧光成像并搭配Gen5软件，对细胞总数、死亡细胞数以及线粒体氧化应激等关键指标进行精确测量。借助这一仪器，科研人员发现，3D 肝微组织在监测药物潜在细胞毒性方面更具优势，能够更真实地反映药物对肝脏的长期影响。相比之下，2D 培养的肝细胞存在细胞脱落导致计数不准确等问题，严重影响了研究结果的准确性。

双氯芬酸给药 3 天后的线粒体氧化应激评估。(A) 视野中的平均红色荧光信号（RFU）（左 Y 轴），经双氯芬酸处理的孔的信号百分比（右侧纵轴），该数据通过 MitoSOX 检测信号测量得出。(B) 3D 肝微组织的性叠加图像，用 Hoechst 33342（蓝色）和 MitoSOX Red（红色）染色，分别使用安捷伦 BioTek Cytation 3 成像仪的 DAPI 或 RFP 成像通道拍摄。

另外，在一项实验中使用 Elplasia 3D 工具培养细胞球，研究化合物对细胞凋亡影响的实验中，安捷伦Cytation 成像仪器同样发挥了重要作用。它通过明场和荧光显微镜对细胞球进行成像，并结合 Gen5 数据分析软件，能够准确识别细胞球的位置、数量和凋亡情况。科研人员依据成像结果，可以清晰地看到不同化合物对不同细胞系的凋亡诱导差异，这为抗癌药物研发提供了关键依据。

用 400nM 阿霉素处理的 HT-1080 细胞的凋亡活性。使用 4 倍物镜，通过 DAPI 和 GFP 通道成像，(A) 为处理后 24 小时的图像，(B) 为处理后 48 小时的图像。

安捷伦在3D 细胞培养研究中除成像设备还提供了综合解决方案。它帮助科研人员深入探索细胞在 3D 环境中的奥秘，加速研究转化，为探索更多的疾病研究和药物开发提供了有力支持。

[ 文献列表 ]

1.Kim, Y.; Rajagopalan, P. 3D Hepatic Cultures Simultaneously Maintain Primary Hepatocyte and Liver Sinusoidal Endothelial Cell Phenotypes. PLOS

ONE. 2010 Nov 12, http://www.plosone.org/article/info%3Adoi%2F10.1371%2Fjournal.pone.0015456 (accessed February 4, 2014).

2.Chen, Y. et al. Mature hepatocytes exhibit unexpected plasticity by direct dedifferentiation into liver progenitor cells in culture. Hepatology. 2012 Feb, 55(2), 563-574.

3.Elaut, G. et al. Molecular mechanisms underlying the dedifferentiation process of isolated hepatocytes and their cultures. Curr Drug Metab. 2006 Aug, 7(6), 629-660.

4.Przyborski, S. 3D Cell Culture developments in technology to improve in vitro analyses. Drug Discov World. 2011Spring, 67-72.

5.Pourahmad, J. et al. Involvement of lysosomal labilisation and lysosomal/mitochondrial cross-talk in diclofenac induced hepatotoxicity. Iran J Pharm Res. 2011 Fall, 10(4), 877-887.

6.Ohtani, H. Focus on TILs: Prognostic Significance of Tumor Infiltrating Lymphocytes in Human Colorectal Cancer. Cancer Immun. 2007, 7(4), 1–9.

7.Bruno, A. et al. A think Tank of TINK/TANKs: TumorInfiltrating/Tumor-Associated Natural Killer Cells in Tumor Progression and Angiogenesis. J. Natl. Cancer Inst. 2014, 106(8), 1–13.

8.Eckl, J. et al. Transcript Signature Predicts Tissue NK Cell Content and Defines Renal Cell Carcinoma Subgroups Independent of TNM Staging. J. Mol. Med. (Berl). 2012, 90(1), 55–66.

9.Hirschhaeuser, F. et al. Multicellular Tumor Tumoroids: an Underestimated Tool is Catching up Again. J. Biotechnol. 2010, 148(1), 3–15.